réservé à la recherche

Hoechst 33342 Dyes chimique

N° Cat.S0485

Hoechst 33342 (Pibenzimol, bisBenzimide H 33342, HOE 33342, HO342) est une coloration fluorescente perméable à la membrane qui peut colorer les cellules vivantes. Ce composé se lie aux régions de l'ADN riches en adénine-thymine dans le petit sillon et augmente considérablement la fluorescence. Il permet une visualisation facile du noyau dans les cellules en interphase et des chromosomes dans les cellules mitotiques.
Hoechst 33342 Dyes chimique Chemical Structure

Structure chimique

Poids moléculaire: 452.55

Aller à

Contrôle qualité

Lot : Pureté : 99.94%
99.94

Informations chimiques, stockage et stabilité

Poids moléculaire 452.55 Formule

C27H28N6O

Stockage (À partir de la date de réception) 3 years -20°C powder
N° CAS 23491-52-3 -- Stockage des solutions mères

Synonymes Pibenzimol, bisBenzimide H 33342, HOE 33342, HO342 Smiles CCOC1=CC=C(C=C1)C2=NC3=C(N2)C=C(C=C3)C4=NC5=C(N4)C=C(C=C5)N6CCN(CC6)C

Solubilité

In vitro
Lot:

Water : 90 mg/mL

DMSO : 10 mg/mL (22.09 mM)
(Le DMSO contaminé par lhumidité peut réduire la solubilité. Utiliser du DMSO frais et anhydre.)

Ethanol : Insoluble

Calculateur de molarité

Masse Concentration Volume Poids moléculaire
Calculateur de dilution Calculateur de poids moléculaire

In vivo
Lot:

Calculateur de formulation in vivo (Solution claire)

Étape 1 : Entrez les informations ci-dessous (Recommandé : Un animal supplémentaire pour tenir compte des pertes pendant lexpérience)

mg/kg g μL

Étape 2 : Entrez la formulation in vivo (Ceci nest que le calculateur, pas la formulation. Veuillez nous contacter dabord sil ny a pas de formulation in vivo dans la section Solubilité.)

% DMSO % % Tween 80 % ddH2O
%DMSO %

Résultats du calcul :

Concentration de travail : mg/ml;

Méthode de préparation du liquide maître DMSO : mg médicament prédissous dans μL DMSO ( Concentration du liquide maître mg/mL, Veuillez nous contacter dabord si la concentration dépasse la solubilité du DMSO du lot de médicament. )

Méthode de préparation de la formulation in vivo : Prendre μL DMSO liquide maître, ajouter ensuiteμL PEG300, mélanger et clarifier, ajouter ensuiteμL Tween 80, mélanger et clarifier, ajouter ensuite μL ddH2O, mélanger et clarifier.

Méthode de préparation de la formulation in vivo : Prendre μL DMSO liquide maître, ajouter ensuite μL Huile de maïs, mélanger et clarifier.

Remarque : 1. Assurez-vous que le liquide est clair avant dajouter le solvant suivant.
2. Assurez-vous dajouter le(s) solvant(s) dans lordre. Vous devez vous assurer que la solution obtenue lors de lajout précédent est une solution claire avant de procéder à lajout du solvant suivant. Des méthodes physiques telles que le vortex, les ultrasons ou le bain-marie peuvent être utilisées pour faciliter la dissolution.

Mécanisme daction

Targets/IC50/Ki
DNA
In vitro

1.1 Préparation de la solution mère
Dissoudre 10 mg de Hoechst 33342 dans 5 mL de DMSO
Remarque : Il est recommandé de conserver la solution mère à 4℃ ou -20℃ à l'abri de la lumière et d'éviter les cycles répétés de congélation-décongélation.
1.2 Préparation de la solution de travail de ce composé
Diluer la solution mère dans un milieu de culture cellulaire sans sérum ou du PBS pour obtenir une concentration finale de 10 μg/mL de cette solution de travail chimique.
Remarque : Veuillez ajuster la concentration de la solution de travail de ce réactif en fonction de la situation réelle.
1.Coloration cellulaire
2.1 Cellules en suspension (plaque à 6 puits)
a. Centrifuger à 1000 g à 4℃ pendant 3-5 minutes, puis jeter le surnageant. Laver deux fois avec du PBS, 5 minutes à chaque fois. La densité cellulaire est de 1×106/mL.
b. Ajouter 1 mL de solution de travail, puis incuber à température ambiante pendant 3-10 minutes.
c. Centrifuger à 400 g à 4℃ pendant 3-4 minutes, puis jeter le surnageant.
d. Laver deux fois avec du PBS, 5 minutes à chaque fois.
e. Resuspendre les cellules avec un milieu de culture cellulaire sans sérum ou du PBS. Observation par microscopie à fluorescence ou cytométrie en flux.
2.2 Cellules adhérentes
a. Cultiver les cellules adhérentes sur des lamelles stériles.
b. Retirer la lamelle du milieu et aspirer l'excès de milieu.
c. Ajouter 100 μL de solution de travail, agiter doucement pour couvrir complètement les cellules, puis incuber à température ambiante pendant 3-10 minutes.
d. Laver deux fois avec du milieu, 5 minutes à chaque fois. Observation par microscopie à fluorescence ou cytométrie en flux.

Références

Support technique

Instructions de manipulation

Tel: +1-832-582-8158 Ext:3

Si vous avez dautres questions, veuillez laisser un message.

Veuillez entrer votre nom.
Veuillez entrer votre e-mail. Veuillez entrer une adresse e-mail valide.
Veuillez nous écrire quelque chose.