* <1 mg/ml significa leggermente solubile o insolubile. * Si prega di notare che Selleck testa la solubilità di tutti i composti internamente e la solubilità effettiva può differire leggermente dai valori pubblicati. Ciò è normale ed è dovuto a leggere variazioni da lotto a lotto. * Spedizione a temperatura ambiente (I test di stabilità mostrano che questo prodotto può essere spedito senza alcuna misura di raffreddamento.)
Preparazione delle soluzioni stock
Attività biologica
Descrizione
Sulforhodamine B (SRB, Acid Red 52, Kiton Red 620) sodium salt è un colorante fluorescente specifico per le proteine che viene utilizzato per quantificare l'espansione, la crescita e la migrazione cellulare.
In vitro
Saggio colorimetrico con Sulforhodamine B in coltura cellulare per analizzare la proliferazione cellulare 1. Preparare soluzioni di trattamento con volume sufficiente per triplicati in piastre a 96 pozzetti (50 μl per replica) o sei repliche in piastre a 384 pozzetti (10 μl per replica). Assicurarsi che i volumi tengano conto delle variazioni di pipettaggio. 2. Le soluzioni di trattamento possono essere preparate in soluzione acquosa (ad esempio, Opti-MEM per le trasfezioni) o in un solvente adatto (ad esempio, DMSO). 3. Rimuovere il mezzo dalle monostrati cellulari e lavare le cellule una volta con PBS sterilizzato. Aggiungere 1 ml (per piastre da 100 mm) di tripsina allo 0,25% per coprire uniformemente la superficie di crescita cellulare. 4. Incubare a 37 °C per 5 minuti o fino a quando le cellule non iniziano a dissociarsi. Inattivare la tripsina con 10 volumi di terreno di coltura contenente FBS. Mescolare su e giù per ottenere una sospensione omogenea di singole cellule. 5. Trasferire la sospensione cellulare in una provetta Falcon sterile. 6. Determinare la concentrazione cellulare utilizzando una camera di conta emocitometrica con una miscela 1:1 di sospensione cellulare e soluzione di blu tripano allo 0,4%. Opzionalmente, centrifugare le cellule prima di contarle per lavare la tripsina e risospendere in un terreno di crescita. 7. Regolare la concentrazione cellulare con terreno di crescita (10% FBS) per una densità di semina cellulare appropriata per pozzetto. 8. Mescolare le soluzioni di trattamento e dispensare 50 μl (formato 96 pozzetti) o 10 μl (formato 384 pozzetti) in ciascun pozzetto. 9. Mescolare accuratamente la sospensione cellulare e aggiungere 50 μl (formato 96 pozzetti) o 10 μl (form44to 384 pozzetti) a ciascun pozzetto con le soluzioni di trattamento. Nota: Assicurarsi di una distribuzione uniforme delle cellule sul fondo del pozzetto, evitando di agitare per prevenire gli 'effetti ad anello'. 10. Mettere da parte tre pozzetti per il controllo non trattato o con veicolo e tre pozzetti per la sottrazione del fondo e incubare la piastra a 37 °C con 5% CO2 fino a quando pronta per la lettura. 11. Aggiungere 25 μl (formato 96 pozzetti) o 5 μl (formato 384 pozzetti) di TCA freddo al 50% direttamente al surnatante del mezzo. Incubare le piastre a 4 °C per 1 ora senza mescolare. 12. Lavare le piastre quattro volte immergendole in acqua di rubinetto a flusso lento e picchiettando l'acqua in eccesso su un tovagliolo di carta. Lasciare asciugare la piastra all'aria a temperatura ambiente. 13. Aggiungere 50 μl (formato 96 pozzetti) o 20 μl (formato 384 pozzetti) di soluzione di SRB allo 0,04% a ciascun pozzetto. 14. Incubare a temperatura ambiente per 1 ora e risciacquare le piastre quattro volte con acido acetico all'1% (200 μl per il formato 96 pozzetti o 30 μl per il formato 384 pozzetti). Lasciare asciugare la piastra all'aria a temperatura ambiente. 15. Aggiungere da 50 μl a 100 μl di soluzione base Tris 10 mM (pH 10,5) a ciascun pozzetto e agitare la piastra su uno shaker orbitale per 10 minuti per solubilizzare il colorante legato alle proteine. 16. Misurare l'assorbanza a 510 nm in un lettore di micropiastre.
Protocollo (da riferimento)
Riferimenti
https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/32977739/
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